Le blog du Doc’

Imaginez la scène suivante. Un vétérinaire rencontre deux confrères, un systématicien adepte de la microscopie, et un autre plus porté sur la biologie moléculaire. Avec un problème bien particulier en tête. Depuis quelques jours, des parasites envahissent les bassins d’aquaculture (ou plutôt les poissons qu’ils contiennent) dans lesquels il travaille. Il faut donc déterminer, rapidement, si ces parasites sont dangereux et risquent de décimer l’élevage.

A charge pour ses confrères de le renseigner sur l’identité de cette espèce. Notre vétérinaire a donc pris avec lui deux individus, et les distribue a ses deux confrères.

Le premier sort de sa poche un microscope (c’est de la science fiction, je distribue des microscopes de poche si j’en ai envie), monte le parasite entre lame et lamelle, branche sa caméra, son ordinateur, et commence son identification. Avec quelques observations bien senties, les mesures morphométriques qui correspondent (avec par exemple la même méthode que Shinn et ses collaborateurs). 5 minutes plus tard, notre systématicien rend la lame avec le parasite au vétérinaire, et lui donne son diagnostic, sous forme d’un nom d’espèce. Hautement pathogène.

Son collègue plus porté sur la biologie moléculaire prend le parasite (préalablement placé dans un peu d’alcool), et direction le labo. Une petite journée d’extraction, on décongèle les bons primers, une ou deux PCR, et direction le séquençage. Trois jours plus tard (c’est de la fiction…) réception des séquences. Un peu de bioinformatique, pour le fun, et notre deuxième systématicien décroche son téléphone pour appeller son collègue vétérinaire.

— J’ai fini d’analyser ta bestiole, et…

— Trop tard, j’ai déjà l’identification, c’est salaris

— Le BLAST dit la même chose, mais…

— Mais quoi?

— … mais le BLAST ne donne par un super résultat, les distances génétiques entre ta souche et les autres sont trop grandes, ça ne peut pas être la même espèce.

— Alors, on fait quoi?

— Aucune idée. Bon courage!

Ca peut semble surréaliste, mais dans la réalité, même si les données morphologiques nous hurlent que deux individus appartiennent à la même espèce, les distances génétiques peuvent être très importantes. Et Hansen et son équipe ne disent pas autre chose, en estimant que la diversité du genre Gyrodactylus, dont 400 espèces sont connues, pourrait être en réalité de 25000 espèces.

Et comme un fait exprès, c’est un des résultats que j’ai obtenu pendant mon stage, durant lequel j’ai travaillé sur les Lamellodiscus parasites de sparidés (vous pouvez lire le mémoire ici, 40 pages, PDF, 4.2Mo). Il existe de fortes présomptions que la diversité réelle des Lamellodiscus, des Gyrodactylus, et pourquoi pas de l’ensemble des monogènes. Ce qui finira pas poser plusieurs problèmes.

Pour les vétérinaires, déjà, il est important de trouver des marqueurs qui permettent de déterminer si une souche est pathogène ou non. Si les distances entre individus sont très importantes, cette tache va devenir très difficile.

Pour les évolutionnistes, comprendre le profil de spécificité, l’histoire évolutive, et d’autre choses encore, demandent une phylogénie robuste. Qu’il est très difficile d’obtenir sans un échantillonage intensif, et même dans ce cas, il est possible qu’on aie des difficultés à mettre clairement des espèces en évidence.

Sur ces bonnes paroles, je m’en retourne à la préparation de mes soutenances pour les écoles doctorales… C’est pas une vie, d’être en M2…

Billets similaires

• L’aquaculture, une réponse à la surpêche? (3)
• Femto-review: parasites, pollution, et conservation (0)
• De l’usage du microscope… (8)
• Ces parasites sont identiques (Or are they?) (4)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (3)

Ne nous y trompons pas, je ne vais pas faire un billet long et exhaustif sur le sujet, ni même entrer trop dans les détails de comment on procède pour inférer une phylogénie, c’est à dire les “liens de ressemblance”[1] entre les êtres vivants (et c’est bien dommage, mais je n’ai pas le temps… j’ai passé une demi heure à retrouver mon mac perdu sous 30cm de papiers qui jonchent mon bureau, ou presque). Je vais seulement illustrer par un petit exemple ce qui se passe quand on essaie de le faire à partir de trop peu d’espèces.

Je confesse que la préparation de ce billet ne m’a pas mangé trop de temps : j’ai ouvert mon fichier de séquences, j’en ai extrait 7, fait un arbre, et idem avec l’ensemble des séquences de mon petit genre à moi. Les séquences que j’ai pris sont celles du gène du 18S rRNA), parce que c’est le seul marqueur dont on dispose à l’heure actuelle — pour toutes les espèces, et c’est justement le point important de ce billet —, qu’il s’aligne bien entre espèces, tout en étant assez discriminant.

Pour information, les noms des espèces sont tronqués à 10 caractères, puisque le fichier de base est en format Phylip, qui impose cette restriction.

Quelques remarques avant de commencer : je n’avais pas le temps de me lancer dans une analyse très poussée, autrement dit, je n’ai pas bouffé du temps de calcul à déterminer le meilleur modèle, ni paramétré outre mesure PhyML[2], utilisé pour reconstruire les arbres[3]. Dès que j’aurais fini mon stage, je promet de consacrer un billet à expliquer comment j’aurais dû faire ces analyses dans les règles de l’art, en présentant en plus quelques outils bien libres, bien online, bien geeky.

Le vif du sujet, maintenant. Pour mon premier arbre, j’ai sélectionné de manière aléatoire ou presque (cliqué un peu au pif dans mes séquences) 6 espèces de Lamellodiscus, et l’extra-groupe (je reviendrai sur le billet sus-mentionné dans son rôle). D’un point de vue purement descriptif, on voit que deux groupes se forment (on laisse tranquille ‘D._aequans’, qui sert a enraciner l’arbre), comprenant chacun trois espèces. Les valeurs indiquées à la jonction de deux branches sont les valeurs de bootstrap. Plus elles sont proches de 1000, plus elles indiquent qu’on peut avoir confiance dans ce noeud. Par exemple, le noeud (L._knoeppf/L._ergensi), avec une valeur de 896 (89,6%) est relativement solide.

On va s’intéresser au groupe “du bas”, pour commencer, soit (L._elegans(L._drummon/F._echenei))[4]. On remarque que L._elegans est à la base de ce groupe, avec une valeur de soutien est 664 (ce qui est bien mais pas top, pourrait-on dire). Ce qui doit nous faire penser que L._elegans est “plus ancien” que ses deux comparses. Retenez bien cette information, c’est important pour la suite.

Dans le groupe du haut, maintenant, on voir que L._knoeppf et L._ergensi sont proches, et qu’a priori, au vu de la valeur de bootstrap, on peut avoir confiance en cette proximité.

On passe maintenant à l’arbre que j’ai patiemment reconstruit (ça reste assez passif comme méthode, l’algorithme de Guindon & Gascuel a fait le gros du travail), que vous pouvez voir à gauche de ce paragraphe. Si je n’avais pas été une parfaite feignasse — et que j’avais eu un peu plus de temps — j’aurais bien pu mettre les espèces du premier arbre en gras, mais vous pouvez toujours vous amuser à les chercher…

On va s’intéresser aux caractéristiques importantes de ce nouvel arbre, et surtout à la position de L._elegans. Et la surprise, au lieu d’être à la base de son groupe, il se retrouve en position terminale (4^ème position en partant du haut). Comment est-ce possible? Facile, il a été victime de l’attraction des longues branches dans le premier arbre, et on a rompu cette attraction en ajoutant des taxons dans le second arbre[5]! Certains méthodes de reconstruction phylogénétique ont tendance à regrouper les espèces qui évoluent vite, partant du principe que plus on a accumulé de mutations, plus on a eu de temps pour le faire, ergo on va aller se brancher très près de la racine de l’arbre. Or, rien ne dit qu’on ne soit pas en train d’observer un taxon qui évolue rapidement, et qui dans le même temps que ses petits collègues, va accumuler 2, 3, 10 fois plus de mutations. Et pour le savoir, il est nécessaire de faire l’analyse en incorporant des taxons proches de celui qu’on suspecte avoir subi cette attraction.

Et de fait, dans notre cas, L._elegans n’est pas un taxon ‘ancestral’, mais bien un petit malin qui s’amuse a évoluer plus rapidement que ses petits camarades. Et la place de L._elegans en tant que racine du petit groupe contenant L._drummon/F._echenei est maintenant occupée par L._virgula[6].

De manière plus anecdotique, on remarque qu’entre L._ergensi et L/_knoeppf, qui étaient pourtant voisins dans l’arbre précédent, L._fratern est venu s’intercaler.

Que retenir de ce petit exemple?

D’une part, qu’une phylogénie à laquelle il manque beaucoup de taxons est soumise à des artefacts de reconstruction, et donc n’a qu’une valeur toute relative.

D’autre part, que les valeurs de bootstrap ne signifient pas que le noeud est fiable : elles ne font que nous dire, qu’avec les données dont on dispose, ce noeud est robuste. Robustesse et fiabilité ne sont pas la même chose, et il faut y faire attention.

Tout ça pour dire qu’un travail de bon vieux naturaliste est nécessaire, pour caractériser au mieux la diversité des groupes qu’on étudie, mais qu’il faut aussi un travail important de séquençage, pour reconstruire des histoires évolutives les plus précises possibles. Ce que je m’empresse de retourner faire…

Notes

1. A la différence de la “généalogie”, qui travaille sur les liens de parentés [↩]
2. J’ai utilisé la version locale, avec 1000 réplicats de bootstrap, une méthode qui permet de vérifier la “solidité” de l’arbre, ce qui a tendance a demander un temps de calcul assez important sur mon MacBook [↩]
3. Je m’en veux beaucoup, je pense que ça mérite amplement d’aller brûler en enfer pour plusieurs éternités tellement c’est un affront à ceux qui m’ont patiemment enseigné la phylogénie [↩]
4. Furnestinia echeneis est un parasite d’un autre genre, mais qui d’un point de vue moléculaire appartient aux Lamellodiscus. Il a d’ailleurs été répertorié un peu vite comme Lamellodiscus echeneis par MarBEF. [↩]
5. C’est à ce moment la que j’avoue un léger biais dans mon échantillon de départ… Mais c’était pour le bien de ce billet! [↩]
6. Cet arbre n’est pas non plus totalement exhaustif, puisque je n’avais pas toutes les séquences de 18S dans mon fichier, et que je n’avais pas trop le temps d’aller chercher celles qui me manquaient sur GenBank [↩]

Billets similaires

• Variations environnementales structurées par la phylogénie et changements globaux (12)
• Un biais flagrant dans un sondage téléphonique (1)
• LUCA was a pirate! (4)
• Vitesse d’évolution des gènes du cerveau : surprise ! (9)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (0)

Nothing in Biology Makes Sense Except in the Light of Evolution disait Theodosius Dobzhansky. J’ai été contraint de repenser à cette phrase en visitant la grande galerie du MNHN. Pour quelle obscure raison?

J’ai été choqué par le manque de lumière qui règne dans la galerie. Par le manque de couleurs. Par le fait, que finalement, ça à l’air triste, tout ça.

J’ai été particulièrement attristé de voir ce qui était arrivé au specimen de Serranus scriba exposé. Alors que le poisson vivant est plutôt coloré (marron et blanc, avec des motifs bleus absolument superbes), celui qui est épinglé dans la vitrine est d’un pauvre gris terne. Il a fallu que je relise l’étiquette trois fois pour me persuader que c’était bien le poisson que je croisai à chaque plongée…

Certes, les lumières sont conçues pour recréer le milieu des animaux et plantes exposés. Mais on se retrouve avec de la couleur plus que de la lumière, et au final, tout est sombre et gris. Et ça se ressent d’autant plus quand on a un appareil photo à la main… Impossible de faire quoique ce soit en dessous de 400 ISO…

On peut croire que c’est un de mes coups de mauvaise humeur habituels, mais je pense que ça va plus loin. Il est important de sensibiliser la société aux menaces qui pèsent sur la biodiversité, et d’expliquer l’évolution (c’est moins important que le premier point, mais quand même…). Seulement, quand on a l’impression d’être dans une cave, ça ajoute un côté formel, quasi sacré à l’endroit.

Si on me permet une digression, cette atmosphère de gravité est justifiée dans la salle des espèces menacées… et disparues. Mais pas dans la galerie…

On peut voir le museum comme un “temple” à la biodiversité, mais ça ne devrait pas être incompatible avec une meilleure visibilité, une atmosphère moins impressionnante, plus accueillante. Pourquoi ne pas mettre des couleurs sur les panneaux (et, par la même occasion, les rendre plus attrayants à des yeux plus jeunes)?

J’ai l’impression que finalement, le lieu gagnerait en attractivité avec une ambiance un peu moins solennelle. Et que ça aiderait les visiteurs à se sentir concernés par les problèmes auxquels le museum a pour vocation de les sensibiliser.

Billets similaires

• Santo… à Montpellier! (0)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (0)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (3)
• ScienceHack : “Toujours une nouvelle information” (3)
• Sciencehack (en passant) (3)

L’aquaculture est-elle une réponse viable à la surpêche? C’est en substance la question que se pose Fulmar dans son dernier billet, Face au déclin des ressources halieutiques, l’aquaculture? (qu’il est intéressant d’aller lire avant de poursuivre la lecture des présentes lignes), et à laquelle je vais apporter une contribution. Une contribution de parasitologue (en devenir), entre autres choses.

Un bref passage en revue des ressources halieutiques, pour commencer. Vous avez tous entendu parler du papier de Boris Worm (1) paru l’année dernière dans Science, tout le monde en a parlé, même TF1 et moi (2). Worm n’en est pas exactement a son premier papier sur le sujet, il avait déja tenté d’alerter l’opinion publique sur la disparition rapide des prédateurs au niveau mondial, dans un papier paru dans Nature en 2003 (3). Bref, comme tant d’autres choses en ce moment, la diversité marine (les océans sont l’écosystème le plus vaste, avec 70% de la surface du globe, et une profondeur qu’on ne pourra jamais rêver d’atteindre sur terre) est menacée par l’activité de l’humain.

Que faire pour compenser cette perte? Premièrement, arrêter la surexploitation. La morue au canada, le thon rouge en Méditerrannée vous en seront reconnaissants. Les pêcheurs viendront brûler votre labo (demandez à l’IFREMER Sète), et vous aurez du matériel neuf l’année prochaine. Tout va bien, sauf que vous ne pourrez plus manger de poisson. Et ça pose u nproblème, parce qu’il y a peu de choses qui vont aussi bien avec un petit blanc sec.

Alors on peut se poser la question des ressources alternatives. Et l’aquaculture arrive en bonne place. 43% de la production actuelle d’après Fulmar (ça rejoint ce que je savais sur le sujet, je lui fais donc confiance). La FAO recommande de lui donner plus d’importance. C’est à peu près à ce moment la que je me suis retenu de hurler, pour ne pas déranger mes voisins de bureau qui pensaient que je travaillais (haha).

Pourquoi suis-je contre l’augmentation de l’aquaculture, me demandez vous? Il y a un faisceau de raisons assez important. Il y a toutes ces raisons écologiques que Fulmar énonce. Eutrophisation, Harmful Algual Blooms, et autres joyeusetés. Et puis il y a les parasites. Encore des parasites! Oui, je vous entend vous exclamer, et commencer à douter sérieusement de mon intégrité intellectuelle, vu que j’en case partout. Il faut dire aussi, qu’avec au moins 50% de la biodiversité spécifique (4,5), ils sont partout.

Et un peu d’épidémiologie nous apprend rapidement qu’on en trouve vach’ment beaucoup dans les bassins d’aquaculture. Et comme le souligne Fulmar, les bassins d’aquaculture, ça laisse des poissons s’échapper. Et ces poissons vont transmettre leurs parasites aux poissons sauvages, comme Krkosek et ses collaborateurs l’ont mis en évidence avec le coupe pou du saumon–saumon (6,7).

Bien sûr il y a quelques voix qui ne sont pas tout à fait d’accord (8,9), pour des raisons résumées par Nowak dans sa revue sur le sujet parue cette année dans, excusez du peu, l’Int J Parasitol (10). Mais globalement, on s’attend à ce qu’un parasite en aquaculture soit plus virulent. J’explique.

Il y a un compromis (on dit un trade-off quand on veut faire croire qu’on fait partie du milieu), pour un pathogène, entre sa pathogénicité et sa transmissibilité (α et β, de leur petit nom). Si vous voulez creuser, le bouquin de Guégan, Thomas et Renaud (11), et notamment le chapitre 1, est tout à fait indiqué (non, je ne fais pas de publicité aux Montpelliérains, il n’y a pas de competing interests).

Donc, ce compromis? On y revient. Si on tue son hôte rapidement, on minimise les chances qu’il nous fasse passer sur un autre hôte. Mais si on ne le tue pas, on risque de ne pas pouvoir boucler son cycle, surtout si on passe par une étape de prédation. C’est évidemment loin d’être aussi simple, mais on va résumer ça comme suit : on ne peut pas être à la fois très pathogène et très transmissible.

Donc, la limitation de la transmissibilité, c’est le fait de pouvoir trouver un hôte qui la détermine. Mais en aquaculture, quand les poissons sont très condensés? Plus aucune difficulté pour trouver un hôte, alors on peut devenir très pathogène. Mais ça ne s’arrête pas là. Les poissons sont gavés d’antibiotiques, et portent en conséquence plus de parasites et de pathogènes.

Alors quand on les relâche dans le milieu naturel? Ils sont porteurs de beaucoup de parasites très pathogènes. Imaginez le choc pour une population naïve, naturelle. Surtout des jeunes, ou des mâles en période reproductive, qui sont sensés être immunodéprimés (ce n’est pas non plus aussi simple, mais on considère que c’est le cas). Et la population, au final, risque de décliner.

Pour conclure, l’aquaculture? Pourquoi pas. Mais quand on aura trouvé un moyen de la rendre durable. Et ça passe principalement par une maîtrise des parasitoses, et une amélioration des méthodes de nutrition. Donc, un bon travail de recherche en amont. Pour le moment, que la FAO demande une augmentation de l’aquaculture, ça ressemble fortement à “je tourne avec le vent de l’opinion publique, qui est opposé aux pêcheurs”.

Un dernier mot : Fulmar, la prochaine fois que tu fais un billet dans le genre, si une deuxième plume t’intéresse, fais moi signe!

Références

1. B. Worm et al., “Impacts of Biodiversity Loss on Ocean Ecosystem Services,” Science 314, no. 5800 (2006).
2. Le billet de votre serviteur, intitulé, “Plus De Poissons En 2050?”, http://www.le-doc.info/2006/11/03/50-plus-de-poissons-en-2050.
3. R. A. Myers and B. Worm, “Rapid Worldwide Depletion of Predatory Fish Communities,” Nature 423, no. 6937 (2003).
4. D. A. Windsor, “Controversies in Parasitology, Most of the Species on Earth Are Parasites,” International Journal for Parasitology 28, no. 12 (1998).
5. C. A. Toft, “Communities of Parasites with Parasitic Life-Styles,” Community ecology (1986).
6. M. Krkosek et al., “Epizootics of Wild Fish Induced by Farm Fish,” Proc Natl Acad Sci US A (2006).
7. M. Krkosek, M. A. Lewis, and J. P. Volpe, “Transmission Dynamics of Parasitic Sea Lice from Farm to Wild Salmon,” Proc Biol Sci 272, no. 1564 (2005).
8. S. Jones, E. Kim, and S. Dawe, “Experimental Infections with Lepeophtheirus Salmonis (Kroyer) on Threespine Sticklebacks, Gasterosteus Aculeatus L., and Juvenile Pacific Salmon, Oncorhynchus Spp,” Journal of Fish Diseases 29, no. 8 (2006).
9. R. J. Beamish et al., “Exceptional Marine Survival of Pink Salmon That Entered the Marine Environment in 2003 Suggests That Farmed Atlantic Salmon and Pacific Salmon Can Coexist Successfully in a Marine Ecosystem on the Pacific Coast of Canada,” ICES Journal of Marine Science: Journal du Conseil 63, no. 7 (2006).
10. B. F. Nowak, “Parasitic Diseases in Marine Cage culture–An Example of Experimental Evolution of Parasites,” International Journal for Parasitology 37, no. 6 (2007).
11. F. Thomas, J. F. Guégan, and F. Renaud, Ecologie Et Évolution Des Systèmes Parasités, LMD (De Boeck, 2007).

Billets similaires

• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (3)
• Le vétérinaire, le systématicien, et le thermocycleur (1)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (0)
• Phénotypes induits et importance fonctionnelle (0)
• Parasites, dynamique des populations et protocoles (1)

Pour le vendredi 1^er février, si jamais vous avez des hésitations sur comment occuper votre journée, je suis en mesure de vous proposer une alternative à l’oisiveté ou la tournée des bars. Sept étudiants du M2 IEGB (Ingénierie en Ecologie et en Gestion de la Biodiversité), une “filière soeur” de la mienne, organisent un colloque titré Le concept de Naturalité : Quelle place dans la gestion des espaces naturels ?

Rendez vous de 8h30 à 18h, à l’université Montpellier 2, dans l’amphi Dumontet (bâtiment 7).

Le colloque tournera autour de trois questions principales :

• Quelles relations nos sociétés entretiennent-elles avec la nature et comment l’Homme a-t-il construit son rapport à la Nature ?
• Comment les gestionnaires d’espaces naturels percoivent-ils le concept de Naturalité et comment est-il pris en compte dans les différentes actions de gestion ?
• Quel est l’intérêt du concept dans l’édification des politiques publiques et les grands projets d’aménagement ?

L’occasion d’accueilir des intervenants avec des profils variés : des chercheurs du CEFE (de l’université Montpellier 2), une sociologue de Marseille-Lumigny, des acteurs associatifs, des gestionnaires d’espaces protégés, et d’autres encore. Inutile de vous dire que je regrette déjà de ne pas être sur Montpellier ce jour là (mais je compte sur les p’tits gars de Plume! pour nous faire un joli compte-rendu).

Pour plus d’infos, je vous encourage à aller voir le site web consacré à l’évenement, ou à contacter les organisateurs du colloque par mail (colloque.naturalité_AT_gmail.com).

Meci à Jen pour l’info.

Billets similaires

• Santo… à Montpellier! (0)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (0)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (3)
• L’aquaculture, une réponse à la surpêche? (3)
• Cybelle Méditerranée (0)