Le blog du Doc’

C’est bien connu, si la recherche manque de vocations, c’est parce que les conditions de travail au quotidien sont mal connues. Et on croit à tort que c’est un travail difficile et ingrat. Pour y remédier, et attirer les jeunes vers le beau métier de chercheur, quoi de mieux qu’un résumé de la journée (presque) type que j’ai vécu aujourd’hui?

8 heures : réveil, douche, préparation du sac. Ramasser les feuilles qui traînent de la veille, les publis éparses sur le sol de la chambre, retrouver le stabylo (sous le radiateur). Cacher les seringues qui traînent sur la table de nuit, ça fait junkie, même si c’est pour mon travail.

8 heures 40 : départ pour le labo.

8 heures 41 : arrivée dans la cuisine du labo (vous en aurez déduit que ma chambre est de l’autre côté de la route par rapport au labo). Retrouver mon paquet de café, me caféiner.

8 heures 50 : arrivée au bureau. Lecture des mails, coups de fils à passer, rangement des papiers qui jonchent le bureau dans les nouvelles pochettes achetées pour l’occasion.Avoir un petit sourire de satisfaction à l’idée que mon bureau est presque aussi bien rangé que les autres.

9 heures 10 : descente dans la salle de tri des poissons, pour faire un tour du matériel et préparer ma journée. Remonter au bureau, noter deux ou trois idées dans le cahier de manips, relire une publi en attendant que ça se passe.

10 heures : départ du labo, sac de plongée sur le dos et harpon à la main.

10 heures 03 : arrivée sur site. Enfilage de la combinaison. Et de la deuxième couche. L’eau est froide.

10 heures 15 : tout est prêt, mise à l’eau. Début de l’échantillonnage.

10 heures 16 : voir un poulpe, et perdre 5 minutes à jouer avec, parce que c’est l’animal le plus génial au monde.

12 heures 10 : sortie de l’eau, rangement de la combinaison. Regarde inquiet à mes doigts, devenus bleus. Remettre les vetements un peu humides avec le bon petit vent de mer, et avoir très froid. Mais considérer quand même qu’on a aucune raison de se plaindre.

12 heures 20 : dépôt des captures (en fait, de la seule et unique capture) de la matinée dans la salle de tri, rinçage du matériel.

12 heures 30 : repas. Arriver au ref’ les cheveux mouillés, la serviette sur les épaules. “Tu faisais quoi ce matin, des PCR? Moi je nageais, mais les PCR c’est bien aussi”.

13 heures 15 : douche! Ca commençait à se faire attendre.

13 heures 30 : retour au labo, début de la dissection.

17 heures : estimer que c’est bon, ça fait assez de parasites, et remonter saisir les résultats.

17 heures 15 : faire des stats. Avoir un résultat marrant. Envoyer un mail au boss, qui est parti cogiter pour le compte de Cybelle Méditerranée. Lire quelques papiers, faire un point sur les poissons à capturer en priorité, tenir son cahier de labo à jour. Coller de belles images, comme en maternelle. Coller en priorité celle ou on a une p-value de 10^-8.

18 heures 20 : départ du bureau. Direction la salle de conférences de l’autre côté de la cour. Détour par la machine à café.

18 heures 40 : retrouver son partenaire pour le tournoi de Wii du labo. Note pour plus tard : c’est plus physique que ce que je pensais. Se faire sortir au premier tour.

19 heures 10 : fin de la journée. Encore un peu de lecture de publi pour le fun, avant d’aller manger.

Bilan? Oui. C’est un peu de la publicité mensongère, quand même. C’est pas comme ça tous les jours non plus. Mais demain, c’est à peu près le même schéma…

Si en plus ce billet peut vous faire patienter en attendant quelque chose de plus scientifique, que je prépare depuis quelques jours sans pouvoir tout à fait le finir (par manque de temps, imaginez-vous), alors tout va pour le mieux dans le meilleur des mondes…

Billets similaires

• Ces parasites sont identiques (Or are they?) (4)
• Y’a quoi dans ce sac? (0)
• Vacances (2)
• Université : entre la recherche et l’enseignement (6)
• Un stage qui commence bien : matériels et méthodes (0)

L’aquaculture est-elle une réponse viable à la surpêche? C’est en substance la question que se pose Fulmar dans son dernier billet, Face au déclin des ressources halieutiques, l’aquaculture? (qu’il est intéressant d’aller lire avant de poursuivre la lecture des présentes lignes), et à laquelle je vais apporter une contribution. Une contribution de parasitologue (en devenir), entre autres choses.

Un bref passage en revue des ressources halieutiques, pour commencer. Vous avez tous entendu parler du papier de Boris Worm (1) paru l’année dernière dans Science, tout le monde en a parlé, même TF1 et moi (2). Worm n’en est pas exactement a son premier papier sur le sujet, il avait déja tenté d’alerter l’opinion publique sur la disparition rapide des prédateurs au niveau mondial, dans un papier paru dans Nature en 2003 (3). Bref, comme tant d’autres choses en ce moment, la diversité marine (les océans sont l’écosystème le plus vaste, avec 70% de la surface du globe, et une profondeur qu’on ne pourra jamais rêver d’atteindre sur terre) est menacée par l’activité de l’humain.

Que faire pour compenser cette perte? Premièrement, arrêter la surexploitation. La morue au canada, le thon rouge en Méditerrannée vous en seront reconnaissants. Les pêcheurs viendront brûler votre labo (demandez à l’IFREMER Sète), et vous aurez du matériel neuf l’année prochaine. Tout va bien, sauf que vous ne pourrez plus manger de poisson. Et ça pose u nproblème, parce qu’il y a peu de choses qui vont aussi bien avec un petit blanc sec.

Alors on peut se poser la question des ressources alternatives. Et l’aquaculture arrive en bonne place. 43% de la production actuelle d’après Fulmar (ça rejoint ce que je savais sur le sujet, je lui fais donc confiance). La FAO recommande de lui donner plus d’importance. C’est à peu près à ce moment la que je me suis retenu de hurler, pour ne pas déranger mes voisins de bureau qui pensaient que je travaillais (haha).

Pourquoi suis-je contre l’augmentation de l’aquaculture, me demandez vous? Il y a un faisceau de raisons assez important. Il y a toutes ces raisons écologiques que Fulmar énonce. Eutrophisation, Harmful Algual Blooms, et autres joyeusetés. Et puis il y a les parasites. Encore des parasites! Oui, je vous entend vous exclamer, et commencer à douter sérieusement de mon intégrité intellectuelle, vu que j’en case partout. Il faut dire aussi, qu’avec au moins 50% de la biodiversité spécifique (4,5), ils sont partout.

Et un peu d’épidémiologie nous apprend rapidement qu’on en trouve vach’ment beaucoup dans les bassins d’aquaculture. Et comme le souligne Fulmar, les bassins d’aquaculture, ça laisse des poissons s’échapper. Et ces poissons vont transmettre leurs parasites aux poissons sauvages, comme Krkosek et ses collaborateurs l’ont mis en évidence avec le coupe pou du saumon–saumon (6,7).

Bien sûr il y a quelques voix qui ne sont pas tout à fait d’accord (8,9), pour des raisons résumées par Nowak dans sa revue sur le sujet parue cette année dans, excusez du peu, l’Int J Parasitol (10). Mais globalement, on s’attend à ce qu’un parasite en aquaculture soit plus virulent. J’explique.

Il y a un compromis (on dit un trade-off quand on veut faire croire qu’on fait partie du milieu), pour un pathogène, entre sa pathogénicité et sa transmissibilité (α et β, de leur petit nom). Si vous voulez creuser, le bouquin de Guégan, Thomas et Renaud (11), et notamment le chapitre 1, est tout à fait indiqué (non, je ne fais pas de publicité aux Montpelliérains, il n’y a pas de competing interests).

Donc, ce compromis? On y revient. Si on tue son hôte rapidement, on minimise les chances qu’il nous fasse passer sur un autre hôte. Mais si on ne le tue pas, on risque de ne pas pouvoir boucler son cycle, surtout si on passe par une étape de prédation. C’est évidemment loin d’être aussi simple, mais on va résumer ça comme suit : on ne peut pas être à la fois très pathogène et très transmissible.

Donc, la limitation de la transmissibilité, c’est le fait de pouvoir trouver un hôte qui la détermine. Mais en aquaculture, quand les poissons sont très condensés? Plus aucune difficulté pour trouver un hôte, alors on peut devenir très pathogène. Mais ça ne s’arrête pas là. Les poissons sont gavés d’antibiotiques, et portent en conséquence plus de parasites et de pathogènes.

Alors quand on les relâche dans le milieu naturel? Ils sont porteurs de beaucoup de parasites très pathogènes. Imaginez le choc pour une population naïve, naturelle. Surtout des jeunes, ou des mâles en période reproductive, qui sont sensés être immunodéprimés (ce n’est pas non plus aussi simple, mais on considère que c’est le cas). Et la population, au final, risque de décliner.

Pour conclure, l’aquaculture? Pourquoi pas. Mais quand on aura trouvé un moyen de la rendre durable. Et ça passe principalement par une maîtrise des parasitoses, et une amélioration des méthodes de nutrition. Donc, un bon travail de recherche en amont. Pour le moment, que la FAO demande une augmentation de l’aquaculture, ça ressemble fortement à “je tourne avec le vent de l’opinion publique, qui est opposé aux pêcheurs”.

Un dernier mot : Fulmar, la prochaine fois que tu fais un billet dans le genre, si une deuxième plume t’intéresse, fais moi signe!

Références

1. B. Worm et al., “Impacts of Biodiversity Loss on Ocean Ecosystem Services,” Science 314, no. 5800 (2006).
2. Le billet de votre serviteur, intitulé, “Plus De Poissons En 2050?”, http://www.le-doc.info/2006/11/03/50-plus-de-poissons-en-2050.
3. R. A. Myers and B. Worm, “Rapid Worldwide Depletion of Predatory Fish Communities,” Nature 423, no. 6937 (2003).
4. D. A. Windsor, “Controversies in Parasitology, Most of the Species on Earth Are Parasites,” International Journal for Parasitology 28, no. 12 (1998).
5. C. A. Toft, “Communities of Parasites with Parasitic Life-Styles,” Community ecology (1986).
6. M. Krkosek et al., “Epizootics of Wild Fish Induced by Farm Fish,” Proc Natl Acad Sci US A (2006).
7. M. Krkosek, M. A. Lewis, and J. P. Volpe, “Transmission Dynamics of Parasitic Sea Lice from Farm to Wild Salmon,” Proc Biol Sci 272, no. 1564 (2005).
8. S. Jones, E. Kim, and S. Dawe, “Experimental Infections with Lepeophtheirus Salmonis (Kroyer) on Threespine Sticklebacks, Gasterosteus Aculeatus L., and Juvenile Pacific Salmon, Oncorhynchus Spp,” Journal of Fish Diseases 29, no. 8 (2006).
9. R. J. Beamish et al., “Exceptional Marine Survival of Pink Salmon That Entered the Marine Environment in 2003 Suggests That Farmed Atlantic Salmon and Pacific Salmon Can Coexist Successfully in a Marine Ecosystem on the Pacific Coast of Canada,” ICES Journal of Marine Science: Journal du Conseil 63, no. 7 (2006).
10. B. F. Nowak, “Parasitic Diseases in Marine Cage culture–An Example of Experimental Evolution of Parasites,” International Journal for Parasitology 37, no. 6 (2007).
11. F. Thomas, J. F. Guégan, and F. Renaud, Ecologie Et Évolution Des Systèmes Parasités, LMD (De Boeck, 2007).

Billets similaires

• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (3)
• Le vétérinaire, le systématicien, et le thermocycleur (1)
• Un écosystème sain est-il riche en parasites? (0)
• Phénotypes induits et importance fonctionnelle (0)
• Parasites, dynamique des populations et protocoles (1)

Une question qui revient souvent quand on me demande ce que je fais (et que je répond, pour abréger, de la morphométrie), c’est qu’est-ce que c’est la morphométrie?

La morphométrie, c’est l’étude géométrique des organes. De la forme qu’ils ont, donc? Non, pas tout à fait. Etudier la forme, ça relève de la morphologie. Et ne mélangeons pas les torchons et les serviettes , ce n’est pas franchement la même chose.

La morphologie, ça consiste a regarder “simplement” la forme d’un organe. S’il est aplati, allongé, s’il présente des diverticules, ou que sais-je encore. On peut trouver des planches qui résument tout ça, on peut coder ces caractères dans une matrice, et faire pas mal de choses intéressantes avec.

Par exemple, dans la petite figure ci-jointes vous avez une description d’organes divers et variés (le même organe chez des espèces différentes).

Mais la morphométrie alors? Globalement, ça part du même principe. On s’intéresse à la forme d’un organe. Mais au lieu de le décrire avec des “codes” (grand, petit, bosselé, tordu), on le mesure. Ou plus précisément, on prend une série de mesures dessus, mesures que toutes les personnes qui travaillent sur cet organe connaissent et respectent.

C’est ce qui est représenté sur la figure ci-jointe : on prend plein de mesures sur les organes qui nous intéressent, et à la fin, on a des résultats à peu près standard entre les équipes.

Se pose encore une question fondamentale : comment on prend ces mesures? On distingue deux méthodes, dont l’une a fini par prendre le dessus. La première, c’est l’approche par contours : on regarde le “profil” de l’organe qu’on étudie. Et c’est la méthode la moins utilisée. La deuxième est beaucoup plus répandue, il s’agit de l’approche par landmarks, ou points d’intérêt.

C’est ce qui est illustré sur la figure : on mesure la distance entre les points qui nous intéressent, et on reporte tout ça. Avantage? On peut s’affranchir des effets d’échelle, avec des subtilités mathématiques comme les coordonnées de Bookstein ou les distances procrustéennes, subtilités auxquelles il est évident que je ne comprend strictement rien (mais que, pour ma défense, je n’utilise pas).

Et la vous me posez la question qui tue : Pourquoi? C’est vrai quoi, t’es lourd, faut toujours que t’en fasse trop, ça te suffit pas de savoir la forme du truc?

Ben non. Parce que ces différences dont on parle, ces différences de forme, elles ne sont pas forcément flagrantes. Et surtout on ne peut pas faire de calcul dessus. De calcul de quoi? De distances bien sûr. Parce que des mathématiciens sont venus filer un sacré coup de main aux évolutionnistes, en regardant notre méthode et en nous disant : On peut calculer l’effort qu’il faut pour passer d’une forme à l’autre.

En gros, on peut savoir comment passer d’une forme à l’autre, quelle “énergie” ça demande, et vers quelles formes on peut partir ensuite.

Et puis surtout, si on se limite aux formes, on risque de louper des choses, des petites nuances, de légères variations, qui font qu’on est en fait en présence de morphotypes différents : on a des formes qui se ressemblent beaucoup, et d’après la fiche avec les morphologies, c’est la même chose; oui mais en fait, les distances sont très différentes, et on a “quelque chose d’autre” (je n’en dis pas plus).

Voilà, donc, la différence entre morphologie et morphométrie. Vous pourrez passer pour quelqu’un de cultivé dans les cocktails. Ne me remerciez pas.

Billets similaires

• La morphométrie comme proxy pour la microévolution (3)
• Variations environnementales structurées par la phylogénie et changements globaux (12)
• Un biais flagrant dans un sondage téléphonique (1)
• Protocoles? (2)
• Pourquoi faut-il un bon échantillonnage pour reconstruire une phylogénie? (0)

Passage au pelage de printemps… Voir toute cette mer, tout ce bleu autour de moi, ça m’a donné des envies, que voulez-vous.

Vous aurez remarqué que tout n’est pas encore totalement en français. J’y travaille.

J’essaie de finir un billet ce week-end, aussi, histoire de ne pas oublier comment on fait…

Ah, et puis bonne nouvelle, pour le troisième mois consécutif, j’ai explosé mon quota de bande passante. Donc, passage à un hébergement un peu plus musclé.

Billets similaires

• Un an déjà… (0)
• Tout rentre dans l’ordre (1)
• This is a public service announcement (whithout guitar) (0)
• Ravalement de façade (5)
• Quelle place pour les blogs dans la vulgarisation scientifique? (9)

Comme vous ne le savez sans doute pas, j’ai pris mes nouveaux quartiers dans mon nouveau labo. Pour faire de la biologie. Et qui dit biologie dit organismes vivants, et ça implique échantillonnage.

Et quand on travaille sur des poissons de Méditerranée, ça donne vite un truc très agréable. Et encore, pour le moment, on reste au dessus de la surface…

Billets similaires

• Santo… à Montpellier! (0)
• Parasites, dynamique des populations et protocoles (1)
• Monogenean chronicles (0)
• La journée (presque) type (8)
• Hey, have you met Lamellodiscus? (0)